Práctica 17: Detección de cuerpos de Heinz

DETECCIÓN DE CUERPOS DE HEINZ

Material:

• 2 pipetas graduadas
• Pipeta Pasteur
• Baño de agua
• Tubo de ensayo
• 2 portaobjetos 
• Microscopio

Reactivos:

• Colorante cristal violeta
• Líquido de inmersión

Muestra:

• Sangre total

Fundamento:

Con la tinción de cristal violeta, podemos ver intraeritrocitarios de Hb desnaturalizada

Desarrollo:

1. Para hacer el colorante, mezclamos 20 g de cristal violeta con 80 ml de suero fisiológico y 20 ml de agua destilada y lo agitamos durante 5 minutos. Luego añadimos 82 ml de suero fisiológico y 18 ml de agua destilada.
2. Mezclamos en un tubo de ensayo el mismo vlumen de cristal violeta y sangre ( 1 ml de cada uno)
3. Lo metemos en el baño de agua durante 5 minutos a 37ºC
4. Hacemos un frotis y lo dejamos secar
5. Echamos una gota de aceite de inmersión y lo observamos al microscopio.

Resultado:

No se ha podido apreciar pequeñas granulaciones en la periferia de los hematíes.

Hoja de trabajo

1º. ¿ Cuál es el colorante usado para teñir los cuerpos de Heinz?

- Cristal violeta

2º. ¿ De qué color son los cuerpos de Heinz teñidos?

- De color púrpura

3º. ¿ Dónde se localizan los cuerpos de Heinz?

- En la periferia

Práctica 16: Contaje de reticulocitos

CONTAJE DE RETICULOCITOS

Material:

• Microscopio
• Pipeta Pasteur
• Tubo de hemólisis 
• Postaobjetos
• Baño de agua

Reactivos:

• Solución salina 0,9%
• Citrato sódico 3%
• Agua destilada
• Aceite de inmersión
• Azul cresil brillanye en polvo

Muestra:

• Sangre anticoagulada con EDTA

Fundamento:
Al tenir los reticulocitos con azul cresil brillante, podemos ver restos de ARN 

Desarrollo:

1. Preparamos el colorante, mezclamos 80 ml de solución salina con 20 ml de citrato sódico. Pesamos 1 g de azul cresil brillante y lo disolvemos en la mezcla anterior.
2. Ponemos 3 gotas de colorante en un tubo de hemólisis con 3 gotas de sangre.
3. Lo mezclamos y lo tapamos con para film
4. Lo metemos en el baño de agua durante 5 minutos a 37º C
5. Una vez que ha pasado el tiempo, cogemos una gota u hacemos un frotis y lo dejamos secar.
6. Ponemos una gota de aceite de inmersión y lo ponemos en el microscopio con el aumento de 100 x

Resultado:

No se ha podido apreciar los hematíes.

Hoja de trabajo 

1º. ¿ Qué son los reticulocitos?

- los reticulocitos son eritrocitos inmaduros que contienen una red cromatínica formada por restos de ARN, mitocondrias y otros órganos celulares.

2º. ¿ Qué tipo de tinción estamos utilizando?

- Azul cresil brillante

3º. ¿Qué nos expresa el IPR?

- Nos dice un valor numérico de la estimulación hmetopoyética por encima de la actividad de la línea base normal

Práctica 15: Determinación del valor hematocrito mediante el micrométodo

DETERMINACIÓN DEL VALOR HEMATOCRITO MEDIANTE EL MICROMÉTODO

Material:

• Plastilina
• Un capilar 
• Gasas
• Centrífuga de hematocrito
• Lector de hematocrito

Muestra:

• Sangra venosa anticoagulada o sangre capilar

Fundamento:

Saber cual es el valor de hematocrito de una persona

Desarrollo:

1. Llenar el capilar de sangre (3/4 partes del capilar)
2. Sellar el extremo con un trozo de plastilina 
3. Poner el capilar en la centrífuga con otro capilar que tenga la misma cantidad de sangre y ponerlos enfrentados durante 5 minutos.
4. Una vez terminado, se pone la muestra en el lector de hematocrito y nos dice el valor obtenido.

Resultado:

Hoja de trabajo 

1º. ¿ Qué significa la franja roja que tienen algunos capilares de             microhematocrito?

- Significan que están heparinizados

2º. ¿ A qué fuerza relativa de centrigugación se centrifuga la sangre?

- A 1200 rpm

3º. Si la medida de la columna de eritrocitos es de 20 mm y la de la columna total es de 50 mm, ¿cuál es el valor del hematocrito?

- HCT= 20x100/50= 40%

4º. Si con un capilar se obtiene un HCT de 45 y con el otro uno de 43, ¿cómo debe ser la forma de actuar ante estos resultados?

- Se hace la media de los dos y se obtiene el resultado

Prácica 14: Tinción Panóptico Rápido

TINCIÓN PANÓPTICO RÁPIDO

Material:

• Cubetas de Wertheim
• Frasco lavador
• Portaobjetos 
• Microscopio

Reactivos:

• Solución nº 1: Solución alcohólica de triarilmetano
• Solución nº 2: Solución tamponada de xanteno
• Solución nº 3: Solución tamponada de tiazina

Muestra:

• Sangre capilar o venosa anticoagulada.

Fundamento:

La extensión se sumerge en la solución colorante durante un tiempo determinado.

Procedimiento:

1. Hacemos un frotis y lo dejamos secar
2. Una vez seco el frotis, lo metemos tres veces en cada solución.
3. Dejamos escurrir la muestra y lo lavamos con agua destilada y le ponemos una gota de aceite de inmersión.

Resultados:

Hoja de trabajo

1º. ¿En qué se diferencia este método de las otras tinciones                     clásicas?

- Se dierencia en que ésta tinción, es un método de inmersión donde se sumerge el frotis y las otras tinciones, se echaba el colorante sobre el frotis.

2º. ¿ Cuántos segundos debe sumergirse el frotis en cada uno de las       soluciones?

- 5 segundos.

3º. ¿Cuál cree que es la solución fijadora?

- La primera.

Práctica 13: Tinción de Wright

TINCIÓN DE WRIGHT

Material:

• Microscopio
• Puente de tinción
• Cristalizador
• Pipeta Pasteur 
• Tubo de ensayo
• Gradilla
• Portaobjetos
• Frasco lavador 

Reactivos:

• Solución de eosina-azul de metileno 
• Solución tampón pH 7,2
• Aceite de inmersión

Muestra:

• Sangre venosa anticoagulada o sangre capilar fresca.

Procedimiento:

1. Hacemos una extensión sanguínea y la dejamos secar.
2. Ponemos la muestra en el puente de tinción y encima del cristalizador.
3. Echamos 1ml de la  solución de eosina-azul de metileno, la dejamos un minuto y la enjuagamos con la solución tampón pH 7,2.
4. Lo dejamos que se seque.
5. Cogemos un tubo de ensayo y mezclamos 0,5 ml de eosina-azul de metileno y 0,5 de tampón pH 7,2. 
6. Lo mezclamos y cubrimos la muestra dejando que actue entre tres y cinco minutos.
7. Una vez transcurrido el tiempo, lo enjuagamos con agua del grifo y después con tampón 7,2.
8. Dejamos escurrir la muestrar y echamos una gota de inmersión.

Resultados:

En la foto no se puede apreciar los glóbulos rojos

Hoja de trabajo

1º. ¿ Qué tipo de colorante utilizamos en esta tinción?

- Wright

2º. ¿ Qué sustancia empleamos como fijador?

-Eosina- azul de metileno

3º. ¿ Cuánto tiempo debe estar en contacto el frotis con el colorante       diluido?

- Entre 3 y 5 minutos.

Práctica 12: Tinción de Giemsa

TINCIÓN DE GIEMSA

Material:

• Microscópio
• Portaobjetos
• Puentes de tinción
• Cristalizador
• Frasco lavador
• Tubos de ensayo
• Gradilla

Reactivos:

• Giemsa
• Solución tampón pH 7,2
• Metanol
• Aceite de inmersión

Muestra:

• Sangre venosa anticoagulada 

Fundamento:

Procedimiento:

1. Hacer un frotis sanguíneo
2. Poner el frotis sobre el puente de tinción y colocarlo en horizontal sobre el cristalizador
3. Mezclar en un tubo de ensayo 0'2 ml de azul de metileno          ( Giemsa) con 2 ml de solución tampón pH 7'2
4. Con una pipeta Pasteur cubrimos el frotis y lo dejamos 25 min
5. Por último, lo escurrimos y lo enjuagamos con agua del grifo y después con solución tampón pH 7'2 y dejamos que se seque.
6. Ponemos la muestra en la platinaa y le echamos una gota de aceite de inmersión y lo observamos con el objetivo de 100 x.

Resultados:

Hoja de trabajo

1º. ¿ Cuáles son los anticoagulantes más adecuados para esta                  técnica?  

- Heparina y EDTA.

2º. ¿ Con qué reactivo fijamos el frotis?
- Con metanol.

3º. ¿Cuánto tiempo debe actuar el colorante en el frotis?
- 25 minutos.

Práctica 11: Gota gruesa

PREPARACIÓN DE  GOTA GRUESA

Material:

• Sangre
• 2 portaobjetos
• Un capilar
• Papel de filtro
• Rotulador
• Tubo de ensayo
• Cubetas

Reactivos:

• Agua destilada
• Metanol
• Giemsa 3 %

Muestra:

• Sangre venosa anticoagulada con heparina

Fundamento:
Para saber si hay parásitos palúdicos en la sangre, se hace una extensión fina y otra de gota gruesa en el mismo portaobjetos.
Cuando se observa la extensión fina debemos fijarnos en los hematíes infectados y en los parásitos que hay dentro.

Procedimiento:

1. Se echa la sangre en un tubo de ensayo
2. Con un capilar se coge la sangre deseada
3. Sujetamos con la mano izquierda el porta y echamos una gota en el centro
4. Se extiende con un porta extensor
5. En el lado derecho se pone tres gotas en forma de triángulo y se unen.
6. Dejar secar y poner 3 gotas de metanol en la extensión fina para fijarla.
7. Dejar secar la gota gruesa durante 24 horas
8. Una vez seco, echar el colorante (Giemsa) en la cubeta 
9. Poner el porta en el cestillo de la cubeta y sumergirlo con Giemsa durante 30-45 min
10. En otra cubeta, aclarar el porta con agua destilada y dejarla  secar en posición vertical.
11. Observarla en el microscopio.

Hoja de trabajo

1º.¿Qué colorante se utiliza para teñir la preparación de gota gruesa?

- Giemsa al 3%

2º.¿ Cómo están los hematíes en la preparación de gota gruesa?

- Están lisados porque no se han fijado antes de teñirlas.

3º.¿ Con qué sustancia se fija la preparación de gota gruesa?

- Con metanol

Práctica 10 : Realización de una extensión sanguínea

REALIZACIÓN DE UNA EXTENSIÓN SANGUÍNEA

Material:

• Tubo de ensayo
• Un capilar
• 2 portaobjetos limpios
• Gradilla
• Gasas
• Una lanceta 
• Microscopio

Reactivos:

• Alcohol etílico 

Muestra:

• Sangre capilar no anticoagulada.

Para sacar sangre capilar:

1. Elegir el dedo 
2. Desinfectar el dedo con una gasa con alcohol
3. Dejar que se seque el dedo
4. Con la lanceta, pinchar el lateral del dedo
5. Con otra gasa retirar la primera gota 
6. Volver a presionar el dedo hasta conseguir la cantidad de sangre deseada y cogerla con el capilar.

Fundamento:
Conseguir manejar bien los portaobjetos para conseguir una fina capa de células sanguíneas.

Desarrollo:

1. Sujetar el porta por el extremo.
2. Colocar una gota de sangre con el capilar en un extremo.
3. Colocar el porta extensor delante de la gota 
4. Desplazar hacia atrás el porta extensor hasta la gota de sangre
5. Dejar que la gota se extienda por el extremo y deslizarlo hacia delante 
6. Dejar secar la muestra.
7. Observarla en el microscopio.

Resultados:

• Para que el frotis sea bueno, la extensión debe ser fina y homogénea.
• Pero puede darse el caso de que la extensión sea:

          -  corta y gruesa.

          - larga y muy fina.

          - con estrías.
          - con estrías longitudinales.
          - con zonas sin sangre.
          - con extremo final muy desflecado.

Hoja de trabajo

1º. ¿Con qué sustancia se anticoagula la sangre venosa cuando se            pretende hacer una extensión?

- Con EDTA.

2º. ¿Cuánto tiempo puede pasar, como máximo, desde la extracción de la sangre hasta la realización del frotis?

- Tres horas.

3º. ¿Qué ángulo debe formar el porta extensor con el porta soporte?

- Un ángulo de 45º

Resultados obtenidos:

• La extensión al principio es considerada no válida porque:

          - es corta
          - tiene estrías transversales
          - tiene estrías longitudinales

• La extensión al cabo de varios intentos, se considera bien realizada.

Valoración de los resultados:
La extensión debe ser considerada como válida.

Práctica 9: Tinción supravital con azul de metileno

TINCIÓN SUPRAVITAL CON AZUL DE METILENO

Material:

• Microscopio
• Portaobjetos 
• Cubreobjetos
• Pipeta Pasteur
• Tubo de hemólisis
• Para film
• Balanza
• Vidrio de reloj
• Gradilla

Reactivos:

• Azul de metileno
• Agua destilada
• Oxalato potásico

Muestra:

• Sangre capilar o sangre venosa anticoagulada.

Prepararción del colorante:

• Azul de metileno: 0,5 g
• Oxalato potásico: 1,6 g
• Agua destilada: 100 ml

Fundamento:

Al utilizar el azul de metileno, se tiñirá los núcleos de las células.

Desarrollo:

1. Preparamos el colorante, pesamos por un lado 0,5 g de azul de metileno y por otro 1,6 g de oxalato potásico en una balanza y lo mezclamos con agua destilada.
2. Echamos en el tubo de hemólisis dos gotas de sangre y dos gotas de colorante.
3. Lo tapamos con el para film y lo dejamo reposar 10 minutos.
4. Con la pipeta Pasteur cogemos una gota de la mezcla y la colocamos en el portaobjetos y la cubrimos con el cubreobjetos.
5. Ponemos el portaobjetos en la platina y lo observamos.

Resultado:

Hoja de trabajo

1º. ¿En qué se diferencia una tinción vital de una supravital?

-  La tinción vital consiste en introducir un colorante en el           organismo vivo y en la tinción supravital, usamos el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo.

2º. ¿Cuáles son los colorantes vitales más utilizados?

- El verde Jano, el rojo neutro y el azul de metileno.

3º. ¿Qué tipo de estrucutras tiñe selectivamente el verde Jano?

- Tiñe mitocondrias y otros orgánulos celulares.

4º. ¿Cuáles son las ventajas de una tinción supravital?

-  La ventaja es que podemos ver las células y los tejidos aislados del organismo.

5º. ¿Cuáles son los inconvenientes?

- Se necesita hacer técnicas invasivas.

Práctica 8: Sangre en fresco

PREPARACIÓN DE SANGRE EN FRESCO

Material:

• Microscopio
• 2 portaobjetos
• Cubreobjetos
• Pipeta Pasteur
• Gasas
• Alcohol
• Lanceta
• Capilar

Muestra:

• Sangre capilar o sangre venosa anticoagulada.

Fundamento:

• Observar los glóbulos rojos de la sangre.

Desarrollo:

1. Desinfectar la zona del dedo con una gasa con alcohol
2. Cogemos la lanceta y nos pinchamos con ella.
3. Desechamos la primera gota y con un capilar cogemos la segunda gota.
4. Ponemos la gota de sangre en el cubreobjetos y lo invertimos en el portaobjetos.
5. Ponemos el portaobjetos en la platina para observarla.

Resultados:

Una vez observada la muestra, podemos apreciar los glóbulos rojos.

Hoja de trabajo

1º. ¿Qué tipo de colorante empleamos aquí?

- Ninguno.

2º. ¿Qué ventajas posee esta técnica?

- Las ventajas de esta técnica además de ver los eritrocitos, es la posible presencia de parásitos hemáticos vivos.

3º. ¿Qué muestras podemos emplear?

- Sangre venosa anticoagulada y sangre capilar.

Práctica 7: Saliva

CRISTALIZACIÓN DE LA SALIVA

Material:

• Microscopio
• Portaobjetos
• Bastoncillo

Muestra:

• Saliva de una mujer

Fundamento:

• La saliva en presencia de una concentración de estrógenos, cristaliza cuando se la deja secar sobre un portaobjetos.
• La cristalización es visible al microscopio.

Desarrollo:

1. Enjuagar la boca con agua para procurar que la saliva esté limpia.
2. Coger un bastoncillo y restregarlo por el interior de la boca.
3. Poner la saliva en el portaobjetos y extenderla con otro portaobjetos.
4. Dejar secar la muestra.
5. Poner el portaobjetos en la platina 
6. Enfocar la muestra.

Resultados:

Una vez que hemos observado la muestra, encontramos que la cristalización es abundante, es decir, que la mujer está en periodo de ovulación.

Hoja de trabajo

1º. ¿Qué hormonas hacen que cristalice la saliva?

 - Estrógenos y progesterona.

2º. ¿Qué aspectos tienen los cristales que se forman en la saliva?

- Aspectos de helechos.

3º. ¿Cómo es la cristalización de la saliva en un estado de fertilidad       clara?

- Es abundante.

Resultados obtenidos:
La cristalización observada es clara y abundante.

Valoración de los resultados:
La mujer se encuentra en un estado de fertilidad clara

Práctica 6: Microscopio

MANEJO DEL MICROSCOPIO

Material:

• Microscopio
• Hoja de papel
• Bolígrafo
• Portaobjetos
• Cinta adhesiva
• Tijeras

Procedimiento:

1. Recortar un trozo de papel del tamaño del portaobjetos
2. En el trozo de papel cortado, dibujar una cruz en el medio 
3. En el extremo derecho dibujamos la letra D
4. En el extremo izquierdo dibujamos las letras IZ
5. En el extremo inferior dibujamos las letras IN
6. En el extremo superior dibujamos las letras SP
7. Ponemos el trozo de papel en el portaobjetos y lo pegamos con cinta adhesiva por los extremos
8. Encender el microscopio y poner la muestra en la platina
9. Mirando por los oculares, enfocamos la zona central con el objetivo de menor aumento 
10. A continuación, nos desplazamos por la platina hacia la derecha y encontramos las letras ZI
11. Si nos desplazamos hacia la izquierda, observamos la letra D
12. Si nos desplazamos hacia arriba, observamos las letras NI
13. Si nos desplazamos hacia abajo, observamos las letras PS

Resultados:

Al observar por el microscopio, los resultados obtenidos son inversos.

Práctica 5: Disolución de agua + sal

DISOLUCIÓN DE AGUA + SAL

Material:

• Matraz aforado
• Balanza
• Vidrio de reloj
• Cucharilla 
• Pipeta Pasteur
• Varilla de vidrio
• Agua destilada
• Mortero
• Tapón o Para film
• Sal
• Embudo 
• Vaso de precipitado

Muestra:

• Agua destilada
• Sal

Procedimiento:

1. Encender la balanza y pesar la cantidad de sal con el vidrio de reloj.
2. Picar la sal pesada en el mortero.
3. Echar la sal en el vaso de precipitado y mezclar con poca cantidad de agua destilada.
4. Remover la mezcla con una varilla hasta que se haya disuelto la sal.
5. Echar la mezcla en el matraz aforado con la ayuda de un embudo y una varilla.
6. Una vez que lo hayamos echado , completar con agua destilada hasta llegar casi a la línea de enrase.
7. Por último, con la pipeta Pasteur se completa la disolución hasta la línea de enrase y se cierra con el tapón.

Práctica 4: Pipetas

USO DE PIPETAS

Material:

• Pipeta graduada
• Pipeta aforada
• 2 Vasos de precipitado
• Agua destilada
• Prepipetas (de pera, de cremallera)

Muestra:

• Agua destilada.

Procedimiento:

1. Verter el agua destilada en un vaso de precipitado.
2. Coger la pipeta graduada con la prepipeta.
3. Medir la cantidad necesaria con la pipeta.
4. Verter la cantidad deseada en el otro vaso de precipitado.

Práctica 3: Bureta

                                                   Montar una bureta

Material:

• Bureta
• Soporte universal
• Pinza
• Nuez 
• Embudo
• 2 Vasos de precipitado
• Agua destila
• Varilla

Muestra:

• Agua destilada.

Procedimiento:

1. Montar la bureta en el soporte universal, de forma vertical.
2. Poner una vaso de precipitado debajo.
3. Asegurarse de que la llave este cerrada y verter el agua por la parte superior con un embudo y con ayuda de una varilla hasta llegar a cero.
4. Abrir la llave de la bureta y dejar caer el agua en el vaso de precipitado hasta enrasarla.
5. Volver a cerrar la llave y llenarla hasta el cero.
6. Por último, dejar caer la cantidad de líquido deseado sobre el vaso de precipitado controlando el flujo de salida con la llave.

Práctica 2: Cebolla

CÉLULAS DE LA CEBOLLA

Material:

• Microscopio
• Portaobjetos
• Cubreobjetos
• Pinzas
• Vidrio de reloj
• Vaso de precipitado

Muestra:

• Cebolla

Reactivos:

• Azul de metileno
• Agua destilada

Procedimiento:

1. Coger una fina capa del  tejido de la cebolla
2. Poner la capa en un vidrio de reloj y teñirlo con azul de metileno durante 5 minutos
3. En un vaso de precipitado con agua destilada, echamos la muestra.
4. Extendemos la muestra en el porta y le echamos una gota de agua y a continuación le ponemos el cubre.
5. Observar al microscopio. 

Práctica 1: Células de la mucosa bucal

CÉLULAS DE MUCOSA BUCAL

Material:

• Microscopio
• Bastoncillo
• Portaobjetos
• Mechero Bunsen 
• Cubreobjetos
• Pinzas de madera
• Frasco lavador

Muestra:

• Mucosa bucal

Reactivo:

• Azul de metileno

Procedimiento:

1. Cogemos un bastoncillo y nos restregamos el interior de la boca
2. Con la muestra, lo extendemos sobre un portaobjetos
3. Con el mechero, fijamos la muestra con ayuda de las pinzas 
4. Lo cubrimos con azul de metileno durante 2 minutos.
5. Enjuagamos la muestra con agua destilada 
6. Observamos con el microscopio.